《中国修复重建外科杂志

时间:2023-09-26 来源:贝博app体育电竞

  探讨细胞骨架重塑对体外大鼠跟腱来源肌腱干细胞(tendon stem cells,TSCs)成脂分化的影响。取3周龄雄性SD大鼠跟腱组织,采用酶消化法分离、培养TSCs,取第3代细胞用于实验。将细胞分别以细胞松弛素D(cytochalasin D,CYD)终浓度为0、50、100、500、1 000 ng/mL的含15%FBS的DMEM培养基进行培养,倒置相差显微镜下观察细胞存活及形态变化,纤维肌动蛋白(fibros actin,F-actin)染色观察细胞骨架,Western blot检测F-actin/球状肌动蛋白(globular actin,G-actin)比值,根据结果选择CYD有效使用浓度进行后续实验。取TSCs分别采取了成脂诱导培养基(诱导组)、含CYD的成脂诱导培养基(CYD+诱导组)以及普通培养基(普通组)、含CYD的普通培养基(CYD+普通组)培养3、7 d,收集各组细胞行实时荧光定量PCR检测成脂分化相关特异标志性基因表达,包括过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferator-activated receptor γ, PPARγ)、脂蛋白酯酶(1ipoprotein lipase,LPL)、脂肪酸结合蛋白(aP2),Western blot检测PPARγ、aP2蛋白表达。CYD浓度为100 ng/mL时既能有效干扰TSCs细胞骨架F-actin的聚合,又不影响TSCs的存活,选择该浓度进行后续实验。实时荧光定量PCR及Western blot检测示,3、7 d时CYD+诱导组PPARγ、LPL和aP2基因及PPARγ、aP2蛋白表达均明显高于诱导组,比较差异有统计学意义(<0.05)。3、7 d时CYD+普通组PPARγ、LPL和aP2基因表达也明显高于普通组,比较差异有统计学意义(细胞骨架重塑是TSCs成脂分化的一个先决条件,抑制F-actin聚合可促进TSCs的成脂分化,对肌腱病的发病机制研究具备极其重大意义。

  肌腱病是目前最常见的运动损伤性疾病,主要临床表现为疼痛和炎性反应,晚期病变严重时可在病变肌腱内发现异位骨化和脂肪化组织形成[1]。由于肌腱自身再生能力比较差,通过传统治疗再生的肌腱主要是由瘢痕组织构成,很难达到结构的完整性及满足生理活动所需强度[2]。随着研究者们从人和动物的肌腱组织中成功分离提取出肌腱干细胞(tendon stem cells,TSCs),并发现TSCs是肌腱组织工程良好的种子细胞之后[3-6],TSCs特性慢慢的变成为当前研究热点。

  近年来,有研究表明在过度牵伸载荷条件下TSCs会出现异常分化(成脂、成骨分化),加速肌腱病的发展,最后导致脂质蓄积、钙化形成等晚期肌腱病的主要病理表现[7-8],但其发生机制尚不明确。我们前期实验发现,不同牵伸载荷可导致体外培养的肌腱来源细胞的聚合态纤维肌动蛋白(fibros actin,F-actin)发生断裂、解聚、重组,最终诱导肌腱来源细胞发生牵伸时间、强度和频率依赖性形态改变[9]。机械牵伸载荷是否通过影响细胞骨架和细胞形态改变,进而影响TSCs的分化方向,目前缺少相关研究报道。为此,本实验采用细胞松弛素D(cytochalasin D,CYD)抑制大鼠跟腱源性TSCs可溶球状肌动蛋白(globular actin,G-actin)聚合成F-actin,探讨细胞骨架对TSCs成脂分化的影响,以期为肌腱病发病机制研究及治疗提供新思路。

  3周龄SD雄性大鼠2只,体重约50 g,由第三军医大学实验动物中心提供。H-DMEM培养基、胰蛋白酶(HyClone 公司,美国);FBS(GIBCO公司,美国);I型胶原酶、中性蛋白酶、CYD (Sigma公司,美国);SD大鼠BMSCs成脂分化完全培养基(广州赛业生物科技有限公司);罗丹明标记的鬼笔环肽(Biotium公司,美国);RNAiso Plus试剂盒(TaKaRa公司,日本);总蛋白提取试剂盒(上海贝博生物公司);BCA蛋白浓度测定试剂盒(北京康为世纪生物科技有限公司);抗actin抗体、抗脂肪酸结合蛋白(aP2)抗体、抗过氧化物酶体增殖物激活受体γ(per oxi some proliferator-activated receptorγ,PPARγ)抗体(Abcam公司,美国)。Quantity One软件(Bio-Rad公司,美国);倒置相差显微镜(Olympus公司,日本);LSM510META型激光共聚焦显微镜(Zeiss公司,德国)。

  参照文献[6,10]办法来进行TSCs的分离、培养和鉴定。无菌条件下取2只大鼠双侧跟腱,剔除腱鞘及腱周结缔组织,PBS清洗3次;将肌腱剪碎成1 mm×1 mm×1 mm大小,加入2 mL消化液(含3 mg/ mLⅠ 型胶原酶和4 mg/mL中性蛋白酶),37℃孵箱消化1.5 h;加入含15%FBS的DMEM培养基2 mL中止消化,以离心半径10 cm、1 000 r/min离心5 min,弃上清。加入含15%FBS的DMEM培养基4 mL重悬细胞,移入25 cm2培养瓶中,置于37℃、5%CO2细胞培养箱中孵育,每3天换液1次。细胞扩增传代,原代细胞记为P0代,取P3代细胞用于实验。经检测干细胞表面标志物CD90、CD44、Oct-4和诱导成骨、成软骨、成脂肪分化,鉴定培养细胞为TSCs。

  取P3代TSCs,以1.5×103个/孔密度接种于24孔培养板,待细胞贴壁生长后,参考文献[11]方法分为5组,分别换用CYD终浓度为0(对照组)、50、100、500、1 000 ng/mL的含15%FBS的DMEM培养基500μL继续培养,每3天换液1次。干预后1 h及3、7 d,倒置相差显微镜下观察细胞存活及形态变化,选择不影响TSCs存活的最大CYD浓度作为实验浓度,并进一步观察明确。

  取P3代TSCs,以3×105个/孔密度接种于6孔培养板,依据筛选的CYD最适浓度,分别采取了成脂诱导培养基(诱导组)、含CYD的成脂诱导培养基(CYD+诱导组)于37℃、5%CO2孵箱中培养细胞,每3天换液1次。培养3、7 d收集细胞,进行实时荧光定量PCR及Western blot检测。

  取P3代TSCs,以1.5×105个/孔密度接种于6孔培养板,依据筛选的CYD最适浓度,分别采取了普通培养基(普通组)、含 CYD的普通培养基(CYD+普通组)培养。同上法培养3、7 d收集细胞,进行实时荧光定量PCR检 测。

  ① 实时荧光定量PCR检测成脂分化相关特异标志性基因表达:使用RNAiso Plus试剂盒提取细胞总RNA,并转录为cDNA。各目的基因引物序列:PPARγ上游5-CCTTTACCACGGTT-

  TTGTCA-3。循环条件:95℃预变性8 min;95℃变性10 s、60℃退火20 s、72℃延伸25 s,40个循环。溶解曲线-ΔΔCt法分析目的基因相对表达量,以GAPDH作为内参。实验重复3次。② Western blot检测:使用总蛋白提取试剂盒提取细胞总蛋白,BCA蛋白浓度测定试剂盒测定蛋白浓度,10%SDS-PAGE凝胶电泳,聚偏氟乙烯膜转膜,5%脱脂奶粉封闭,稀释一抗(抗actin抗体、抗aP2抗体、抗PPARγ抗体)4℃孵育过夜;二抗室温孵育2 h,洗膜,用ECL试剂盒显影。应用Quantity One软件分析蛋白表达水平。实验重复3 次。

  采用SPSS13.0统计软件做多元化的分析。数据以均数±标准差表示,组间比较采用单因素方差分析,两两比较采用t检验;检验水准α=0.05。

  倒置相差显微镜观察示,与对照组比较,CYD各浓度组TSCs伸展度减小,形态逐渐变圆。CYD终浓度为50、100 ng/mL时,各时间点TSCs存活未受明显影响;终浓度为500、1 000 ng/ mL时,可见呈核固缩状态的死亡TSCs,且死亡细胞数量随着CYD终浓度、干预时间的增加而增加。见图 1。鉴于此,初步选择CYD终浓度为100 ng/mL进行后续实验。

  激光共聚焦显微镜观察示,对照组TSCs较伸展,呈不规则多角形,荧光强,细胞骨架F-actin呈弥漫状橘红色荧光样物质,分布清晰,细胞质内肌动蛋白纤维丝方向相对规则。而100 ng/ mL组TSCs在干预1 h后即出现胞体伸展度减小,形态相对圆滑,细胞骨架F-actin排列紊乱、模糊、减少,呈颗粒状断裂;跟着时间延长,F-actin受到的影响呈递增趋势。见图 2。

  根据上述实验结果,提示CYD终浓度为100 ng/ mL时既可有效干扰TSCs细胞骨架F-actin的聚合,又不影响TSCs的存活,确定以该浓度用于进一步研究。

  实时荧光定量PCR检测示,3、7 d时CYD+诱导组PPARγ、LPL和aP2基因相对表达量明显高于诱导组,比较差异有统计学意义(P<0.05)。各基因相对表达量随CYD干预时间延长呈递增趋势,比较差异有统计学意义(P<0.05)。见图 3。

  Western blot检测示,3、7 d时CYD+诱导组PPARγ、aP2蛋白相对表达量明显高于诱导组,比较差异有统计学意义(P<0.05);并且相对表达量随CYD干预时间的延长有递增趋势,比较差异亦有统计学意义(P<0.05)。见图 4。

  实时荧光定量PCR检测示,3、7 d时CYD+普通组PPARγ、LPL和aP2基因相对表达量明显高于普通组,比较差异有统计学意义(P<0.05);且LPL、aP2基因的相对表达量随CYD干预时间的延长呈递增趋势,比较差异有统计学意义(P<0.05);PPARγ基因相对表达量在CYD干预3 d和7 d时比较差异无统计学意义(P>0.05)。见图 5。

  细胞骨架是维持细胞形态的关键结构,其动态变化在细胞黏附、迁移、凋亡、细胞周期、信号转导等生理过程中均有着及其重要的作用[13-15],主要由微管、微丝及中间纤维共同构成。其中,微丝是由F-actin聚合形成,与肌动蛋白结合蛋白交联以形成网络状结构[16],作为一种应力纤维,在机械牵伸等力学刺激应答过程中起关键作用。有研究报道,在力学刺激信号由细胞外基质向细胞内转导过程中,通过形成一个“细胞外基质-整合素-细胞骨架-细胞核”的网架系统,细胞外的机械力信号可沿此“轨道”传导,进而使细胞对该力学刺激发生一系列后续反应[17-18]。除了感受力学刺激外,细胞骨架还能将力学信号转换为化学信号。当肌动蛋白纤维收缩时,细胞骨架相关蛋白也会受到牵伸,此时便会出现一些新的细胞骨架相关蛋白结合位点,进而使一些信号蛋白发生磷酸化而被激活[19]。随着对干细胞研究的深入,有学者发现细胞骨架在调控干细胞分化功能方面也起着及其重要的作用[20]。有研究证实当聚集成团生长时,细胞多接近呈圆形,更容易向软骨细胞分化[21];当MSCs形态预成圆形时,多向成脂肪分化;而当MSCs伸展开后,则更倾向于成骨分化[22]。

  本研究探讨了细胞骨架在TSCs成脂分化过程中的作用。首先从大鼠跟腱中分离出TSCs,并通过观察细胞呈鹅卵石样聚集生长,检测干细胞表面标志物CD90、CD44、Oct-4以及成功诱导其成骨、成软骨、成脂肪分化,证实了所培养细胞为TSCs[10]。然后通过浓度筛选实验,在不影响TSCs存活状态的前提下,使用CYD干预TSCs培养,结果显示:100 ng/mL终浓度的CYD可有效干扰TSCs细胞骨架F-actin的聚合,并且随着干预时间延长,F-actin受到的影响呈递增趋势。随后在TSCs成脂诱导培养过程中,利用CYD干扰其细胞骨架F-actin的聚合发现:相对于单纯的TSCs成脂诱导培养,CYD干预可明显促进TSCs成脂诱导培养的诱导效率。表明细胞骨架的变化参与了TSCs成脂分化的调控,但是其在TSCs成脂分化过程中的作用究竟是协同增强成脂诱导培养基的诱导作用,还是可单独启动TSCs向成脂方向分化尚不清楚。为此,我们进一步在TSCs普通培养过程中使用CYD干扰其细胞骨架F-actin的聚合,发现在无诱导因素情况下,单纯CYD干预也可明显促进TSCs成脂分化。表明细胞骨架的变化是导致TSCs发生成脂分化的诱导启动因素。上述实验结果与CYD干预能促进MSCs成脂分化是一致的[23],并且进一步深化了我们课题组前期研究之后发现:8%牵伸应变量对TSCs能产生过度牵伸效果,并且可使TSCs中RhoA/Rho相关蛋白激酶(Rho as soc iat ed protein kinases,ROCK)分子表达非常明显升高[24],而RhoA/ROCK分子具有机械敏感性[25],当受到外界应力时,RhoA/ROCK通过调节细胞骨架重塑,导致干细胞发生形状变化,使干细胞向不同方向分化[22]。

  综上述,在TSCs成脂分化过程中,细胞骨架的变化起着很重要的作用,它不是TSCs成脂分化的一个结果,而是导致TSCs成脂分化的早期细胞内改变之一。这表明机械牵伸载荷有很大的可能是通过影响细胞骨架和细胞形态改变,进而影响TSCs的分化方向,为肌腱病发病机制研究及治疗提供了新思路。但本研究目前只研究了细胞骨架对TSCs成脂分化的调控作用,对于细胞骨架在TSCs向其他方向分化时的影响以及细胞骨架上下游的调控信号分子尚需进一步研究。

  肌腱病是目前最常见的运动损伤性疾病,主要临床表现为疼痛和炎性反应,晚期病变严重时可在病变肌腱内发现异位骨化和脂肪化组织形成[1]。由于肌腱自身再生能力比较差,通过传统治疗再生的肌腱主要是由瘢痕组织构成,很难达到结构的完整性及满足生理活动所需强度[2]。随着研究者们从人和动物的肌腱组织中成功分离提取出肌腱干细胞(tendon stem cells,TSCs),并发现TSCs是肌腱组织工程良好的种子细胞之后[3-6],TSCs特性慢慢的变成为当前研究热点。

  近年来,有研究表明在过度牵伸载荷条件下TSCs会出现异常分化(成脂、成骨分化),加速肌腱病的发展,最后导致脂质蓄积、钙化形成等晚期肌腱病的主要病理表现[7-8],但其发生机制尚不明确。我们前期实验发现,不同牵伸载荷可导致体外培养的肌腱来源细胞的聚合态纤维肌动蛋白(fibros actin,F-actin)发生断裂、解聚、重组,最终诱导肌腱来源细胞发生牵伸时间、强度和频率依赖性形态改变[9]。机械牵伸载荷是否通过影响细胞骨架和细胞形态改变,进而影响TSCs的分化方向,目前缺少相关研究报道。为此,本实验采用细胞松弛素D(cytochalasin D,CYD)抑制大鼠跟腱源性TSCs可溶球状肌动蛋白(globular actin,G-actin)聚合成F-actin,探讨细胞骨架对TSCs成脂分化的影响,以期为肌腱病发病机制研究及治疗提供新思路。

  3周龄SD雄性大鼠2只,体重约50 g,由第三军医大学实验动物中心提供。H-DMEM培养基、胰蛋白酶(HyClone 公司,美国);FBS(GIBCO公司,美国);I型胶原酶、中性蛋白酶、CYD (Sigma公司,美国);SD大鼠BMSCs成脂分化完全培养基(广州赛业生物科技有限公司);罗丹明标记的鬼笔环肽(Biotium公司,美国);RNAiso Plus试剂盒(TaKaRa公司,日本);总蛋白提取试剂盒(上海贝博生物公司);BCA蛋白浓度测定试剂盒(北京康为世纪生物科技有限公司);抗actin抗体、抗脂肪酸结合蛋白(aP2)抗体、抗过氧化物酶体增殖物激活受体γ(per oxi some proliferator-activated receptorγ,PPARγ)抗体(Abcam公司,美国)。Quantity One软件(Bio-Rad公司,美国);倒置相差显微镜(Olympus公司,日本);LSM510META型激光共聚焦显微镜(Zeiss公司,德国)。

  参照文献[6,10]办法来进行TSCs的分离、培养和鉴定。无菌条件下取2只大鼠双侧跟腱,剔除腱鞘及腱周结缔组织,PBS清洗3次;将肌腱剪碎成1 mm×1 mm×1 mm大小,加入2 mL消化液(含3 mg/ mLⅠ 型胶原酶和4 mg/mL中性蛋白酶),37℃孵箱消化1.5 h;加入含15%FBS的DMEM培养基2 mL中止消化,以离心半径10 cm、1 000 r/min离心5 min,弃上清。加入含15%FBS的DMEM培养基4 mL重悬细胞,移入25 cm2培养瓶中,置于37℃、5%CO2细胞培养箱中孵育,每3天换液1次。细胞扩增传代,原代细胞记为P0代,取P3代细胞用于实验。经检测干细胞表面标志物CD90、CD44、Oct-4和诱导成骨、成软骨、成脂肪分化,鉴定培养细胞为TSCs。

  取P3代TSCs,以1.5×103个/孔密度接种于24孔培养板,待细胞贴壁生长后,参考文献[11]方法分为5组,分别换用CYD终浓度为0(对照组)、50、100、500、1 000 ng/mL的含15%FBS的DMEM培养基500μL继续培养,每3天换液1次。干预后1 h及3、7 d,倒置相差显微镜下观察细胞存活及形态变化,选择不影响TSCs存活的最大CYD浓度作为实验浓度,并进一步观察明确。

  取P3代TSCs,以3×105个/孔密度接种于6孔培养板,依据筛选的CYD最适浓度,分别采取了成脂诱导培养基(诱导组)、含CYD的成脂诱导培养基(CYD+诱导组)于37℃、5%CO2孵箱中培养细胞,每3天换液1次。培养3、7 d收集细胞,进行实时荧光定量PCR及Western blot检测。

  取P3代TSCs,以1.5×105个/孔密度接种于6孔培养板,依据筛选的CYD最适浓度,分别采取了普通培养基(普通组)、含 CYD的普通培养基(CYD+普通组)培养。同上法培养3、7 d收集细胞,进行实时荧光定量PCR检 测。

  ① 实时荧光定量PCR检测成脂分化相关特异标志性基因表达:使用RNAiso Plus试剂盒提取细胞总RNA,并转录为cDNA。各目的基因引物序列:PPARγ上游5-CCTTTACCACGGTT-

  TTGTCA-3。循环条件:95℃预变性8 min;95℃变性10 s、60℃退火20 s、72℃延伸25 s,40个循环。溶解曲线-ΔΔCt法分析目的基因相对表达量,以GAPDH作为内参。实验重复3次。② Western blot检测:使用总蛋白提取试剂盒提取细胞总蛋白,BCA蛋白浓度测定试剂盒测定蛋白浓度,10%SDS-PAGE凝胶电泳,聚偏氟乙烯膜转膜,5%脱脂奶粉封闭,稀释一抗(抗actin抗体、抗aP2抗体、抗PPARγ抗体)4℃孵育过夜;二抗室温孵育2 h,洗膜,用ECL试剂盒显影。应用Quantity One软件分析蛋白表达水平。实验重复3 次。

  采用SPSS13.0统计软件做多元化的分析。数据以均数±标准差表示,组间比较采用单因素方差分析,两两比较采用t检验;检验水准α=0.05。

  倒置相差显微镜观察示,与对照组比较,CYD各浓度组TSCs伸展度减小,形态逐渐变圆。CYD终浓度为50、100 ng/mL时,各时间点TSCs存活未受明显影响;终浓度为500、1 000 ng/ mL时,可见呈核固缩状态的死亡TSCs,且死亡细胞数量随着CYD终浓度、干预时间的增加而增加。见图 1。鉴于此,初步选择CYD终浓度为100 ng/mL进行后续实验。

  激光共聚焦显微镜观察示,对照组TSCs较伸展,呈不规则多角形,荧光强,细胞骨架F-actin呈弥漫状橘红色荧光样物质,分布清晰,细胞质内肌动蛋白纤维丝方向相对规则。而100 ng/ mL组TSCs在干预1 h后即出现胞体伸展度减小,形态相对圆滑,细胞骨架F-actin排列紊乱、模糊、减少,呈颗粒状断裂;跟着时间延长,F-actin受到的影响呈递增趋势。见图 2。

  根据上述实验结果,提示CYD终浓度为100 ng/ mL时既可有效干扰TSCs细胞骨架F-actin的聚合,又不影响TSCs的存活,确定以该浓度用于进一步研究。

  实时荧光定量PCR检测示,3、7 d时CYD+诱导组PPARγ、LPL和aP2基因相对表达量明显高于诱导组,比较差异有统计学意义(P<0.05)。各基因相对表达量随CYD干预时间延长呈递增趋势,比较差异有统计学意义(P<0.05)。见图 3。

  Western blot检测示,3、7 d时CYD+诱导组PPARγ、aP2蛋白相对表达量明显高于诱导组,比较差异有统计学意义(P<0.05);并且相对表达量随CYD干预时间的延长有递增趋势,比较差异亦有统计学意义(P<0.05)。见图 4。

  实时荧光定量PCR检测示,3、7 d时CYD+普通组PPARγ、LPL和aP2基因相对表达量明显高于普通组,比较差异有统计学意义(P<0.05);且LPL、aP2基因的相对表达量随CYD干预时间的延长呈递增趋势,比较差异有统计学意义(P<0.05);PPARγ基因相对表达量在CYD干预3 d和7 d时比较差异无统计学意义(P>0.05)。见图 5。

  细胞骨架是维持细胞形态的关键结构,其动态变化在细胞黏附、迁移、凋亡、细胞周期、信号转导等生理过程中均有着及其重要的作用[13-15],主要由微管、微丝及中间纤维共同构成。其中,微丝是由F-actin聚合形成,与肌动蛋白结合蛋白交联以形成网络状结构[16],作为一种应力纤维,在机械牵伸等力学刺激应答过程中起关键作用。有研究报道,在力学刺激信号由细胞外基质向细胞内转导过程中,通过形成一个“细胞外基质-整合素-细胞骨架-细胞核”的网架系统,细胞外的机械力信号可沿此“轨道”传导,进而使细胞对该力学刺激发生一系列后续反应[17-18]。除了感受力学刺激外,细胞骨架还能将力学信号转换为化学信号。当肌动蛋白纤维收缩时,细胞骨架相关蛋白也会受到牵伸,此时便会出现一些新的细胞骨架相关蛋白结合位点,进而使一些信号蛋白发生磷酸化而被激活[19]。随着对干细胞研究的深入,有学者发现细胞骨架在调控干细胞分化功能方面也起着及其重要的作用[20]。有研究证实当聚集成团生长时,细胞多接近呈圆形,更容易向软骨细胞分化[21];当MSCs形态预成圆形时,多向成脂肪分化;而当MSCs伸展开后,则更倾向于成骨分化[22]。

  本研究探讨了细胞骨架在TSCs成脂分化过程中的作用。首先从大鼠跟腱中分离出TSCs,并通过观察细胞呈鹅卵石样聚集生长,检测干细胞表面标志物CD90、CD44、Oct-4以及成功诱导其成骨、成软骨、成脂肪分化,证实了所培养细胞为TSCs[10]。然后通过浓度筛选实验,在不影响TSCs存活状态的前提下,使用CYD干预TSCs培养,结果显示:100 ng/mL终浓度的CYD可有效干扰TSCs细胞骨架F-actin的聚合,并且随着干预时间延长,F-actin受到的影响呈递增趋势。随后在TSCs成脂诱导培养过程中,利用CYD干扰其细胞骨架F-actin的聚合发现:相对于单纯的TSCs成脂诱导培养,CYD干预可明显促进TSCs成脂诱导培养的诱导效率。表明细胞骨架的变化参与了TSCs成脂分化的调控,但是其在TSCs成脂分化过程中的作用究竟是协同增强成脂诱导培养基的诱导作用,还是可单独启动TSCs向成脂方向分化尚不清楚。为此,我们进一步在TSCs普通培养过程中使用CYD干扰其细胞骨架F-actin的聚合,发现在无诱导因素情况下,单纯CYD干预也可明显促进TSCs成脂分化。表明细胞骨架的变化是导致TSCs发生成脂分化的诱导启动因素。上述实验结果与CYD干预能促进MSCs成脂分化是一致的[23],并且进一步深化了我们课题组前期研究之后发现:8%牵伸应变量对TSCs能产生过度牵伸效果,并且可使TSCs中RhoA/Rho相关蛋白激酶(Rho as soc iat ed protein kinases,ROCK)分子表达非常明显升高[24],而RhoA/ROCK分子具有机械敏感性[25],当受到外界应力时,RhoA/ROCK通过调节细胞骨架重塑,导致干细胞发生形状变化,使干细胞向不同方向分化[22]。

  综上述,在TSCs成脂分化过程中,细胞骨架的变化起着很重要的作用,它不是TSCs成脂分化的一个结果,而是导致TSCs成脂分化的早期细胞内改变之一。这表明机械牵伸载荷有很大的可能是通过影响细胞骨架和细胞形态改变,进而影响TSCs的分化方向,为肌腱病发病机制研究及治疗提供了新思路。但本研究目前只研究了细胞骨架对TSCs成脂分化的调控作用,对于细胞骨架在TSCs向其他方向分化时的影响以及细胞骨架上下游的调控信号分子尚需进一步研究。